Enquête sérologique et moléculaire sur la fréquence de Mycoplasma synoviae dans les élevages de reproducteurs, de dinde et de poules pondeuses

Résumé

Les manifestations des infections à Mycoplasma synoviae représentent dans la pratique de la médecine aviaire, des motifs de consultation de plus en plus croissants ces dernières années. Leurs conséquences multiples notamment les œufs de consommation à « apex en verre » chez la poule pondeuse, les arthrites et les ampoules du bréchet chez la dinde sont d’autant de pathologies économiquement coûteuses à travers les pertes directes et/ou des saisies au niveau des abattoirs. Le présent travail rapporte les statistiques des contrôles sérologiques réalisés sur les reproducteurs dinde et chair, la dinde chair, la poule pondeuse au moyen des tests ARL (24370 sérums), Elisa (2873) et par la PCR en temps réelle (3377 pools de 3 écouvillons) de 2017 à Juin 2020 provenant de différentes régions du Maroc. Les résultats montrent un léger recul des positivités comparés aux études précédentes, néanmoins les pourcentages d’infections restent à des taux élevés de 33% chez les reproducteurs chair, 61.22 % chez la dinde chair et 57.9 % chez la poule pondeuse.

 Mots clés: Mycoplasma synoviae, dinde, pondeuse, RT-PCR, ampoule du bréchet, œufs à apex en verre, ELISA, ARL

Introduction

Jadis considéré comme une infection mineure dont les symptômes et lésions spécifiques était difficiles à cerner, la mycoplasmose à Mycoplasma synoviae est devenue au fur et à mesure de l’intensification des pratiques d’élevage une dominante pathologique majeure dont l’expression est variable selon l’espèce concernée et très couteuse dans tous les cas (Kempf, 1997).

Dans son expression la plus sévère chez le poulet de chair, elle peut s’exprimer sous forme respiratoire (Kleven & al.1972) ou sous forme de synovite et arthropathies amyloidienne (Landman & al. 2001). Chez la dinde, sa forme grave est sans doute les arthrites purulentes (Kang et al., 2001) souvent récidivantes et compliquées par l’ampoule du bréchet ou bursite qui constitue un motif de saisie important dans les abattoirs (Ferguson-Noel & Noormohammadi, 2013). Par ailleurs, depuis le début des années 2010, une forme nouvelle d’expression de M. synoviae chez la poule pondeuse est apparue d’abord en Hollande (Feberwee & Landman, 2008) puis en Italie (Catania & al. 2010). Décrits comme des œufs à apex en verre, les œufs issus des poules touchées ont un apex en rondelle rugueuse, décolorés très fragiles, fêlés et prompts à la casse lors du transport. Parallèlement, de plus en plus de cas d’association de pathogènes impliquant M. synoviae sont rapportés, en l’occurrence le syndrome des péritonites et des ovarites des pondeuses (Raviv & al. 2007), les arthrites résultant de la synergie entre M. synoviae et le virus de la bronchite infectieuse (Landman & Feberwee, 2004).

Les reproducteurs n’expriment que rarement la pathologie de façon spécifique lors de perturbation de l’éclosion. Cependant, vu la transmission verticale du germe, le contrôle et la maitrise de cette infection au niveau de l’étage reproducteurs est capitale pour tout le reste de la filière (Jordan et al. 1975).

L’agglutination rapide sur lame (ARL) a été le premier test sérologique mis en place pour le dépistage des infections à M.S. (Olson & al. 1963). Il a l’avantage d’être précoce dans la détection des anticorps mais peut manquer de spécificité dans certains cas (Ewing & al. 1996). Le test ARL garde cependant l’avantage de la rapidité et de la simplicité par rapport à la culture bactérienne, fastidieuse mais néanmoins utile lorsqu’il s’agit de faire des antibiogrammes ou de déterminer les CMI (concentration minimales inhibitrice) lors de la mise en place de programmes de prophylaxie médicale.

Parallèlement, le test ELISA est de plus en plus utilisé à cause de sa sensibilité. Lorsqu’il est combiné à l’ARL, il permettait d’apporter une aide précieuse dans le dépistage des infections des mycoplasmes avant l’avènement de la PCR, ensuite de la RT-PCR qui constitue actuellement l’outil de choix pour le diagnostic et la gestion des foyers grâce à la quantification simultanée de la charge microbienne (Feberwee et al., 2005).

Dans la pratique de l’élevage industriel, le recours à ces différents tests comme outils de dépistage et de diagnostic se fait selon plusieurs critères dont certains sont inhérents aux élevages/éleveurs (technicité, degré de qualification, enjeux économiques et commerciaux), et d’autres inhérents à la technique d’analyse elle-même (cout, sensibilités, rapidité…). Ainsi, l’étage des reproducteurs dinde, chair et ponte fera appel le plus souvent à la RT-PCR mais aussi à l’ELISA à l’occasion des contrôles sérologiques. Celle de la poule pondeuse d’œufs de consommation est portée sur le test ARL pour le dépistage, mais aussi sur la RT-PCR pour décider de la mise en place d’un plan de prophylaxie assez couteux en cas d’infection. La dinde chair fait appel le plus souvent au test ELISA et à la RT-PCR vu la nécessité de confirmation urgente du diagnostic; le pronostic de la prise en charge d’une infection articulaire dépend beaucoup de la précocité du diagnostic. D’autre part, il a été démontré que les résultats des tests ARL chez la dinde sont souvent mitigés (Ghazikhanian & al. 1973, Rhoades, 1975).

Ce travail rapporte une synthèse de la fréquence des contaminations par M. synoviae dans des élevages avicoles intensifs répartis dans les principales régions du Maroc et ce de 2017 à Juin 2020. Il vient jalonner l’historique et l’évolution des infections à M. synoviae décrits par les travaux précédents (Nassik et al. 2013, Nassik et al. 2014a, Nassik et al. 2014b, Nassik et al. 2015) qui étaient axés sur les élevages reproducteurs essentiellement et par conséquent le compléter puisque la présente étude relate aussi de la situation dans les élevages de reproducteurs dindes, des dindes chair, poulet de chair et des poules pondeuses. Dans notre étude, les échantillons testés proviennent de cas de consultations pour diagnostic et/ou de programmes de contrôle établis dans les élevages. L’aspect clinique de ces infections est illustré et discuté selon la gravité par espèce.

Matériel et Méthodes

Les échantillons testés vis-à-vis de M. synoviae proviennent soit de prélèvements réalisés dans le cadre de plans de surveillance établis au sein des élevages soit soumis pour analyse suite à une suspicion après constats de symptômes évocateurs sur les animaux. L’étude a porté sur les principales espèces aviaires de la production intensive durant les années 2017 à Juin 2020.

Les tests réalisés étaient l’agglutination rapide sur lame, le test ELISA et la RT-PCR. Ils ont concerné 24370 sérums pour le test ARL, 2873 sérums pour l’ELISA et 3377 pools de 3 écouvillons par la PCR en temps réel.

Agglutination rapide sur lame. Après leur réception, les sérums sont décomplémentés à 56°C pendant 30 min et sont testés en pur puis dilués à 1/16pour écarter les risques de faux positifs (Olson et al., 1963, Glisson et al., 1984). Après, mélange du sérum et de l’antigène coloré, la lecture de l’intensité de l’agglutination est lue selon les prescriptions du fournisseur (MS RPA-test, Soleil, France).

Tableau 1. Répartition des sérums testés par ARL M. synoviae par espèce et par année

ELISA. Les tests réalisés sur les sérums provenant des reproducteurs chair, du poulet de chair et de la poule pondeuse ont étés testés sur des kit IDEXX (Hoofddorp, The Netherlands), selon les recommandations du fabricant, La lecture de l’absorbance (longueur d’onde 6500nm) a été réalisée sur un lecteur ELISA (Tecan SLT Spectra,, Swizerland).

Par contre ceux provenant de la dinde reproductrice et chair ont été testés sur des kits spécifiques de Synbiotics (Proflock, Zoetis, USA), la lecture de l’absorbance ( longueur d’onde 405 nm) a été réalisée sur un lecteur Elisa Tecan (Sunrise SLT-Spectra, Switzerland).

Tableau 2. Répartition des sérums testés par ELISA M. synoviae selon l’espèce et l’année

RT-PCR sur échantillons trachéaux. Les écouvillons trachéaux ont représenté la majeure partie des échantillons testés pour la présence du M. synoviae. Les échantillons sont traités par pools de trois écouvillons après extraction de l’ADN selon les recommandations du fournisseur (Kylt, AniCon Labor GmbH, Hoeltinghausen, RFA). L’amplification a été réalisée sur un thermocycleur Applied Biosystems 7500 Fast Real-Time (Life Technology, Massachusetts, USA). Le programme d’amplification comprend les phases suivantes : une phase d’activation de la polymérase de 10 minutes à 95°C, suivie d’une phase de 42 cycles comprenant à son tour la phase de dénaturation (15 secondes à 95°C), et l’extension/hybridation (1 minute à 60°C). la détection de la fluorescence est réalisée au moyen du FAM et le HEX pour le contrôle interne.

Tableau 3. Répartition des sérums testés par RT-PCR M. synoviae selon l’espèce et l’année

Résultats

Reproducteurs dinde. Les résultats des sérologies ARL réalisées (Tableau. 4) montrent une positivité assez élevée mais irrégulière. Celle-ci varie de 29,5 % (2017) à 13 % (2020) alors qu’elle ne dépasse pas les 2 % en 2018 et 2019. Par contre ces valeurs étaient peu élevées pour l’ELISA, enregistrant respectivement 13,35 et 7,63 % pour 2017 et 2018 (Tableau. 5). Les PCR en temps réel montrent par contre des seuils de positivités élevés sur les 4 années (Tableau.6) allant de 8.3 à 35.2 % avec une moyenne de 20.3 % sur quatre années. Les données combinées des RT-PCR étalées sur les quatre années et fractionnées selon les intervalles d’âge révèlent une positivité progressive en fonction de l’âge allant de 0 à 34 % vers 60 semaines d’âge (Figure.1)

Tableau 4. Fréquence de positivité des tests ARL vis-à-vis de M. synoviae

Dinde chair. Les valeurs de positivité obtenues en sérologie ELISA et RT-PCR sont plus élevées que celles de l’ARL et sont variables selon les années (Tableaux 4, 5 et 6). Cependant les valeurs de la RT-PCR sont très élevées et varient de 43.9 à 61.22 % avec une moyenne sur les quatre années de 61.22% mais finissent tous par devenir positifs en fin d’engraissement.

Reproducteurs chair. Les résultats des ARL réalisées sur la reproductrice chair sont relativement peu élevés et varient entre 8,8 et 18,6 %, par contre ces valeurs sont plus élevées en ELISA et varient de 19 à 70 % selon les années (Tableau.5). Ces valeurs sont moins élevées que celles trouvés par Nassik et al., (2013) puisque les tests étaient positifs du premier jour jusqu’à 56 semaines. Cependant, les positivités sont plus élevées par RT-PCR puisque les valeurs varient de 18,3 (2017) à 62,9 % en 2019. La moyenne de l’infection révélée par RT-PCR sur les quatre années est de 61,22 %. Cette valeur est légèrement plus faible que celles trouvées précédemment (Nassik et al., 2013).

Tableau 5. Résultats des tests ELISA M. Synoviae exprimés en % de sérums positifs.

Poules pondeuses. Le recours régulier aux analyses pour cette spéculation explique le nombre élevé des échantillons examinés. Les résultats de positivités sont faibles pour l’ARL (4,8 à 8,15 %), irréguliers pour le test ELISA 11,2 % en 2018 mais 48,2 et 50 % pour les années 2017 et 2020 respectivement. En revanche, les positivités sont très élevées en RT-PCR pour les 4 années et varient de 42.8 à 88.5 % avec une moyenne de 57.9 % (Tableau.6).

Tableau 6. Résultats des test RT-PCR M. synoviae exprimés en % de prélèvements positifs

Discussion

Les valeurs de positivités trouvées sur les échantillons examinés sont élevées et restent inquiétantes malgré la baisse des taux comparés à ceux trouvés précédemment sur des troupeaux de reproducteurs chair (Nassik et al., 2013) où les lots devenaient à 100 % positifs à l’infection par M. synoviae en fin de carrière. Cette baisse peut être expliquée par l’effort consenti par les accouveurs et leurs vétérinaires encadrants et le contrôle exercé pour le respect des textes règlementaires. Cependant, ces résultats dénotent d’une non-conformité vis–à-vis de la règlementation en vigueur. Il importe donc d’augmenter d’avantage la vigilance et d’améliorer la biosécurité à travers des mesures appropriées et une approche de surveillance incluant une procédure standardisée et des analyses à réaliser selon les normes en vigueur

Cependant, il faut relever la rupture totale de cette démarche au niveau des élevages de poulet de chair puisque nous ne disposons que d’informations disparates sur la situation des infections à M. synovie qu’elles soient verticales ou horizontales. En effet, seuls quelques dizaines de sérums et un faible nombre de demandes d’analyses RT-PCR nous ont étés soumises pour des besoins de diagnostic sur du poulet de chair durant quatre d’années (Données non présentées). A cela, on peut avancer certainement le coût des analyses mais aussi la technicité des éleveurs et la capacité très éclatée des élevages qui ne permet pas le retour sur investissement.

L’impact de la maitrise des infections à M. synoviae dans les élevages chair est capital en raison de son interférence dans l’exacerbation des autres pathologies en l’occurrence la Maladie de Newcastle, la Bronchite infectieuse et la maladie de Gumboro (Springer & al., 1974, Giambrone et al., 1977).

Chez la dinde, l’infection à Mycoplasma synoviae devient une dominante pathologique sérieuse, de part les conséquences économiques relatives à la médication mais aussi comme motif de saisies à l’abattoir qui concerne le bréchet; partie noble de l’animal.

Les taux d’infection révélés par RT-PCR sont très élevés, soit 61.22 % en moyenne durant les quatre dernières années. La virulence des souches de M. synoviae peut être variable chez la dinde allant de simples gênes respiratoires à de sérieuses atteintes articulaires (Kang et al., 2002). Le pronostic de la gestion des positivités à M. synoviae dépend fortement de la précocité de la détection de l’infection. La pratique de l’élevage de la dinde a montré les limites de tests sérologiques basés sur l’ARL seulement et qui peut être à l’origine de faux négatifs décrits par ailleurs chez la dinde lorsque l’infection se fait par voie respiratoire. Par contre lorsque la porte d’entrée des germes se fait à travers des ulcères des coussinets ou en cas de pododermatites, l’ARL est très réactive (Kleven et al., 2001). Par ailleurs, le diagnostic ne doit pas uniquement s’appuyer sur la sérologie à cause du risque de faux négatifs dû entre autres à certaines souches de M. synoviae à séroconversion tardive malgré que l’infection est déjà installée (Ewing et al.,,1998). Ceci est d’autant plus important que l’étage des reproducteurs dinde est pointé comme étant à l’origine de recrudescence de cas d’infection chez les éleveurs de dinde chair. Ceci explique l’engouement des éleveurs de dinde pour la RT-PCR.

Les taux de contamination des reproducteurs chair semblent se maintenir à des niveaux élevés malgré une légère baisse par rapport aux précédentes études (Nassik, 2014, Amaqdouf, 2005). Mycoplasma synoviae est difficile à éliminer des élevages en raison de sa rapidité de diffusion comparativement à Mycoplasma gallisepticum (Olson et al. 1967) et les lots finissent souvent par être contaminés à 100 %, sans pour autant développer des symptômes ou des lésions spécifiques (Fergusson and Noormohammadi, 2013). Quoique la moyenne de la positivité à M. synoviae détectée par RT-PCR sur les reproducteurs type chair examinés durant les quatre dernières années fût de 33 %, les lots terminent leur carrière avec des degrés de contamination élevés avoisinant les 55 %.

Chez la poule pondeuse, les taux d’infection sont élevés et la maladie occasionne de sérieux dégâts, notamment à travers la dégradation de la qualité des œufs (Feberwee and Landman, 2008, Catania and al., 2010) mais aussi à travers les ovarites et péritonites occasionnés par synergie entre E. coli et M. synoviae (Raviv & al., 2007). Le taux moyen de prévalence détecté par RT-PCR sur les quatre années chez la poule pondeuse est de 57,9 % mais l’analyse de la courbe d’infection relative à l’âge montre que dès 40 semaines d’âge, 100 % des prélèvements étaient positifs. Ceci dénote l’ampleur de la contamination dans ce segment de production mais aussi les risques économiques encourus par les producteurs des œufs de consommation. En plus des facteurs de risques cités plus haut et inhérents à la rapidité de diffusion du M. synoviae, il faut noter la pratique de multi-bande-âge encore en vigueur dans cette filière. Ceci n’est pas propre à l’élevage marocain puisque nombreux pays ont mis en place des mesures de réduction des taux de contaminations qui étaient élevés en Angleterre (78,6 %) (Hagan et al. 2004), 73 % en RFA (Kohn et al., 2009), et 73 % en Hollande (Feberwee et al., ).

Conclusion

Cette étude a montré en combinant les résultats des tests sérologiques et ceux de la RT-PCR que l’infection à Mycoplasma synoviae reste une dominante pathologique du secteur avicole marocain et devient une menace pour la rentabilité des élevages surtout ceux de la dinde et de poule pondeuse. Les efforts déployés depuis des années semblent apporter des résultats mitigés et qui appellent à plus de rigueur.

Références bibliographiques

Amaqdouf, K.(2005). Enquête sérologique (ARL) et moléculaire sur l’infection à Mycoplasma gallisepticum et à Mycoplasma synoviae dans les élevages reproducteurs de l’espèce Gallus gallus. Thèse de Doctorat Vétérinaire. Inst. Agr. Vet. Hassan II.

Catania, S., Gobbo, F., Granato, A., Terregino, C., Iob, L. & Nicholas, R.A.J. (2010). Treatment of Eggshell abnormalities and reduced egg production caused by Mycoplasma synoviae infection. Avian Dis. 54: 961-964.

Ewing, M.L., Lauerman, L.H., Kleven, S.H. & Brown, M. B. (1996). Evaluation of diagnostic procedures to detect Mycoplasma synoviae in commercial multiplier-breeder farms and commercial hatcheries in Florida. Avian Dis. 40: 798-806.

Ewing, M.L., Cookson, K.C., Phillips, R. A., Turner, K.R. & Kleven, S.H.(1998). Experimental infection and transmissibility of Mycoplasma synoviae with delayed serologic response in chickens. Avian. Dis. 40:798-806.

Feberwee, A. Mekkes, D. R., De Wit., J.J., Hartman, A.E.G.& Pijpers, A. (2005). Comparison of culture, PCR, and different serologic tests for detection of Mycoplasma gallisepticum andMycoplasma synoviae Infections. Avian Dis. 49: 260-268.

Feberwee, A. and Landman,W. (2008). A novel eggshell pathology induced by Mycoplasma synoviae. World Poult. Vol 4. 7: 22-23.

Feberwee A., De Vries. T. &Landman., W.J.M. (2008). Seroprevalence of Mycoplasma synoviae in Dutch commercial poultry farms. Avian Pathol. 37 (06), 629-633

Feberwee, A. and Landman, W.J. (2012). “Mycoplasma gallisepticum and Mycoplasma synoviae control and eradication in Dutch commercial poultry.” In Proceeding of IOM,33.

Ferguson-Noel, N. & Noormohammadi, A.H.(2013). Mycoplasma synoviae infection. In Diseases of Poultry. 13 th ed. David E. Swayne. Ed. Am. Ass. Av. Pathol.

Ghazikhanian, G. Yamamoto, R. & Cordy, D.R. (1973). Response of turkeys to experimental infection with Mycoplasma synoviae. Avian Dis. 17:122-136.

Giambrone, J.J. Eidson, C.S. & Kleven, S.H. (1977). Effect of infectious bursal disease on the response of chickens to Mycoplasma synoviae, Newcastle disease virus, and infectious bronchitis virus. Am. J. Vet. Res. 38: 251-253.

Glisson, F.R., Dawe, J.F. & Kleven,S.H. 1984. The effect of oil-emulsion vaccine on the occurrence of non-specific plate agglutination reactions for Mycoplasma gallisepticum and M. synoviae. Avian Dis. 28: 397-405.

Hagan., J.C., Ashton. N.J., Bradbury. J.M., Morgan. K.L. (2004). Evaluation of an egg yolk enzyme-linked immunosorbent assay antibody test and its use to assess the prevalence of Mycoplasma synoviae in UK laying hens. Avian Pathol.33(1): 93-97

Jones, J.F., Whithear, K.G., Scott, P.C. & Noormohammadi, H. (2006a). Determination of the effective dose of the live Mucoplasma synoviae vaccine, Vaxsafe (Strain MS-H) by protection against experimental challenge. Avian Dis. 50: 88-91.

Jones, J.F., Whithear, K.G., Scott, P.C. & Noormohammadi, H. (2006b). Duration of immunity with Mycoplasma synoviae: Comparison of the live attenuated vaccine MS-H (Vawsafe MS) with its wild –type parent strain, 86079/7NS. Avian Dis. 50: 228-223.

Jordan, F.T. (1975). Avian mycoplasma and pathogenicity- A review. Avian Pathol. 4: 165-174.

Kang, M.S., Gazdzinski, P. & Kleven, S.H. (2002). Virulence of recent isolates of Mycoplasma synoviae in Turkey. Avian Dis. 46: 102-110.

Kempf, I. (1997). Les mycoplasmoses aviaires. Le point vétérinaire. 28. 182: 41-48.

Köhn S., Spergser. J., Ahlers. C. Voss. M., Bartels. T., Rosengarten. R., and Krautwald-Junghanns M.E. (2009). Prevalence of Mycoplasmas in commercial layer flocks during laying period. Berl Munch Tierarztl. Wochenschr, 122(5-6): 186-192.

Kleven, S.H., King, D.D. & Anderson, D.P. (1972). Airsacculitis in broiler from Mycoplasma synoviae: effect on air-sac lesions of vaccination with infectious bronchitis and Newcastle virus. Avian Dis. 16: 915-924.

Kleven, S.H., Rowland, G.N. & Kumar, M.C. ( 2001). Poor serological response to upper respiratory infections with Mycoplasma synoviae in Turkey. Avian Dis. 45:719-723.

Kursa O., Tomczyk. G., &Sawicka A. (2019). Prevalence and phylogenetic analysis of Mycoplasma synoviae strains isolated from Polish chicken layer flocks. Journal Vet. Res., 63(1): 41-49. doi: 10.2478/jvetres-2019-0010

Landman, W.J. & Feberwee, A. (2001). Field studies on the association between amyloid arthropathy and Mycoplasma synoviae infection, and experimental reproduction of the condition in brown layers. Avian Pathol. 30:629-639.

Landman, W.J. & Feberwee, A. (2004). Aerosol-induced Mycoplasma synoviae arthritis: the synergistic effect of infectious bronchitis virus infection. Avian Pathol. Vol.33, 6: 591-598.

Nassik, S. Rahmatallah, N. Fassi-Fihri, O & EL Houadfi, M. (2013). Séroprévalence de Mycoplasma gallisepticum et de Mycoplasma synoviae dans les élevages reproducteurs type poulet de chair au Maroc de 1983 à 2005. Rev. Mar. Sci. Agron. Vét. 3: 32-34.

Nassik, S., Aboukhalid, R., Azzam, F., Rahmatallah, N., Lahlou-Amine, I., Fasi-Fihri, O. & El Houadfi, M. (2014a). Detection of Mycoplasma synoviae infection in broiler breeder farms of Morocco using serological assays and real time PCR. J. life Sci. 8: 815-821.

Nassik, S., Fassi-Fihri, O., Rahmatallah, N. & EL Houadfi, M. (2014b). Risk factor and incidence of Mycoplasma synoviae infection in broiler breeder farms in Morocco. Int. J. Adv. Res. Vol.2, 9: 472-476.

Nassik S., Fassi-Fihri, O., Rahmatallah, N. & EL Houadfi, M. (2015). Molecular detection and phylogenetic analysis of Moroccan Mycoplasma synoviae strains. Proc. WVPAC.

Noormohammadi, A.H., Hemmatzadeh, F. & Whithear, K.G. (2007). Safety and efficacy of the Mycoplasma synoviae MS-H vaccine in Turkeys. Avian Dis. 51: 550-554.

Olson, N.O., Kerr, K.M. & Cambpell, A. (1963). Control of infectious synovitis. 12. Preparation of an agglutination test antigen. Avian dis. 7: 310-317.

Olson, N.O. & Kerr, K.M. (1967). The duration and distribution of synovitis-producing agents in chickens. Avian Dis. 11: 578-585.

Ouchi, T. & Sakamoto, H. (2011). Application of Mycoplasma synoviae live vaccine (MS-H) in layers. Int. Hatch. Pract. 23 N°4: 13-16.

Raviv, Z., Ferguson-Noel, N., Lalbinis, V., Wooten, R. & Kleven, S.H. (2007) Role of Mycoplasma synoviae in commercial layers E. coli peritonitis syndrome. Avian Dis.: 51:685-690.

Rhoades, K.R. (1975). Antibody responses of turkeys experimentally exposed to Mycoplasma synoviae. Avian Dis. 19: 432-442.

Springer, W.T., Luskus, C. & Pourciau, S.S. (1974). Infectious bronchitis and mixed infections of Mycoplasma synoviae and Escherichia coli in gnotobiotic chickens. I. Synergetic role in the airsacculitis syndrome. Infect. Immun. 10: 578-589.